Статьи 2026 г.
ул. 8 Марта, 202, Екатеринбург, 620144 Российская Федерация
2 Уральский федеральный университет имени первого Президента России Б. Н. Ельцина
ул. Мира, 19, Екатеринбург, 620062 Российская Федерация
E-mail: so.medvedeva@gmail.com, olgae06@mail.ru, ateptina@gmail.com
Реферат
УДК 575.85+674.031.34
Медведева С. О.1, Епанчинцева О. В.1, Тептина А. Ю.2 Определение плоидности некоторых таксонов аркто-монтанных ив из коллекции Ботанического сада УрО РАН // Сибирский лесной журнал. 2026. № 1. С. …
DOI: 10.15372/SJFS20260103
EDN: …
© Медведева С. О., Епанчинцева О. В., Тептина А. Ю., 2026
Род Salix L. (ива), характеризующийся широким распространением полиплоидии (от 2n = 38 до 12n = 228) и нестабильностью числа хромосом, представляет значительный интерес для эволюционной биологии и селекции. Аркто-монтанные ивы, обладают ценными адаптациями к экстремальным условиям среды и декоративным потенциалом для ландшафтного дизайна, однако, остаются малоизученными в цитогенетическом аспекте, особенно на территории России, где преобладают таксономические и экологические исследования. Данная работа восполняет этот пробел, апробируя методику проточной цитометрии для определения уровня плоидности 13 образцов аркто-монтанных ив из коллекции Ботанического сада УрО РАН (г. Екатеринбург). В исследовании использован метод внешней стандартизации, основанный на вычислении соотношения интенсивности флуоресценции ядер образцов с последующим определением содержания ДНК методом внутренней стандартизации (с использованием Solanum pseudocapsicum L., Petroselinum crispum (Mill.) Fuss, Pisum sativum L.). Методика была оптимизирована добавлением 2 % PVP для нейтрализации вторичных метаболитов. Результаты подтвердили диплоидный уровень (2х) для Salix repens L., Salix pyrenaica Gouan, Salix arbuscula L., Salix saxatilis Turcz., Salix foetida Schleich. ex DC.и тетраплоидный (4х) для Salix caesia Vill. Образцы Salix retusa L., Salix glauca var. callicarpaea 'Haltia' и Salix foetida × retusa оказались октаплоидными (8х), а Salix glauca L. – декаплоидными (10х). Полученные данные по плоидности и содержанию ДНК важны для таксономии, выявления гибридов и отбора перспективного материала для селекции. Для подтверждения родительских форм гибридных таксонов требуются дальнейшие молекулярно-генетические исследования.
Текст статьи
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ (REFERENCES)
Агапова Н. Д., Архарова К. Б., Вахтина Л. И., Земскова Е. А., Тарвис Л. В. Числа хромосом цветковых растений флоры СССР: семейства Aceraceae – Menyanthaceae. Л.: Наука. Ленингр. отд-ние, 1990. C. 233 [Agapova N. D., Arkharova K. B., Vakhtina L. I., Zemskova E. A., Tarvis L. V. Chisla khromosom tsvetkovykh rasteniy flory SSSR: semeystva Aceraceae – Menyanthaceae (Chromosome numbers of flowering plants of the USSR flora: families Aceraceae – Menyanthaceae). Leningrad: Nauka. Leningr. otd-nie (Science. Leningrad Br.), 1990. P. 233 (in Russian)].
Беляева И. В., Епанчинцева О. В., Семкина Л. А. Аркто-монтанные ивы в культуре на Среднем Урале. Екатеринбург: Бот. сад УрО РАН, 2003. 91 с. [Belyaeva I. V., Epanchintseva O. V., Semkina L. A. Arkto-montannye ivy v kul’ture na Srednem Urale (Arctomontane willows in cultivation in the Middle Urals). Yekaterinburg: Bot. sad URO RAN (Bot. Garden Ural Br. Rus. Acad. Sci.), 2003. 91 p. (in Russian)].
Медведева С. О., Черепанова О. Е., Филиппов Е. Г., Тептина А. Ю. Использование проточной цитометрии и микросателлитного анализа для определения плоидности некоторых образцов Betula L. // Сиб. лесн. журн. 2024. № 6. С. 44–51 [Medvedeva S. O., Cherepanova О. Е., Filippov Е. G., Teptina A. Yu. Ispol’zovanie protochnoy tsitometrii i mikrosatellitnogo analiza dlya opredeleniya ploidnosti nekotorykh obraztsov Betula L. (Analysis of DNA content and nuclear microsatellite loci of some Betula L. representatives) // Sib. lesn. zhurn. (Sib. J. For. Sci.). 2024. N. 6. P. 44–51 (in Russian with English abstract and references)].
Argus G. W. Salicaceae In: Flora of North America Ed. Comm., Eds. Flora of North America North of Mexico. New York and Oxford, 1993. V. 7.
Banaev E. V., Tomoshevich M. A., Voronkova M. S. Flow cytometry analysis of the relative content of nuclear DNA in Nitraria schoberi L. seeds // Bot. Pacif. 2018. V. 7. N. 1. P. 89–92.
Barcaccia G., Meneghetti S., Albertini E., Triest L., Lucchin M. Linkage mapping in tetraploid willows: Segregation of molecular markers and estimation of linkage phases support an allotetraploid structure for Salix alba × Salix fragilis interspecific hybrids // Heredity. 2003. V. 90. Iss. 2. P. 169–180.
Bűchler W. Neue Chromosomenzählungen in der Gattung Salix // Bot. Helvet. 1985. N. 95. P. 165–175.
Dewitte A., Laere K. van, Huylenbroeck J. van. Use of 2n gametes in plant breeding // Bot. Pacif. 2018. V. 7. N. 1. P. 89–92.
Doležel J., Bartoš J. Plant DNA flow cytometry and estimation of nuclear genome size // Ann. Bot. 2005. V. 95. N. 1. P. 99–110.
Doležel J., Greilhuber J., Lucretti S., Meister A., Lysák M. A., Nardi L., Obermayer R. Plant genome size estimation by flow cytometry: Inter-laboratory comparison // Ann. Bot. 1998. V. 82. Suppl. A. P. 17–26.
Epanchintseva O. V. Application of scientific names to willow cultivars: Salix × simulatrix F. B. White // Skvortsovia: Int. J. Salicol. Plant Biol. 2020. V. 6. N. 2. P. 58–59.
Guo W., Hou J., Yin T., Chen Y. An analytical toolkit for polyploid willow discrimination // Sci. Rep. 2016. N. 6. Article 37702.
Hardig T. M., Brunsfeld S. J., Fritz R. S., Morgan M., Orians C .M. Morphological and molecular evidence for hybridization and introgression in a willow (Salix) hybrid zone // Mol. Ecol. 2000. V. 9. Iss. 1. P. 9–24.
Juhanoja S. New FinE® plants In: Harvest horticultural research results 2003-2005 (Saila Karhu Toim. Ed.)). Juhanoja Sirkka. MTT Agrifood Res. Finland, 2007. P. 86–87.
Flowing software, 2025. https://flowingsoftware.com/
Kosiński P., Sliwinska E., Hilpold A., Boratyński A. DNA ploidy in Salix retusa agg. only partly in line with its morphology and taxonomy // Nord. J. Bot. 2019. V. 37. Iss. 7. Article e02197.
Leskinen E., Alström-Rapaport C. Molecular phylogeny of Salicaceae and closely related Flacourtiaceae: evidence from 5.8 S, ITS 1 and ITS 2 of the rDNA // Plant Syst. Evol. 1999. V. 215. Iss. 1. P. 209–227.
Loureiro J., Rodriguez E., Dolezel J., Santos C. Two new nuclear isolation buffers for plant DNA flow cytometry: a test with 37 species // Ann. Bot. 2007. V. 100. N. 4. P. 875–88.
Marinček, P., Léveillé-Bourret É., Heiduk F., Leong J., Bailleul S. M., Volf M., Wagner N. D. Challenge accepted: Evolutionary lineages versus taxonomic classification of North American shrub willows (Salix) // Amer. J. Bot. 2024. V. 111. Iss. 7. Article e16361.
Obermayer R., Leitch I. J., Hanson L., Bennett M. D. Nuclear DNA C-values in 30 species double the familial representation in pteridophytes // Ann. Bot. 2002. V. 90. N. 2. P. 209–217.
Pfosser М., Amon A., Lelley Т., Heberle-Bors E. Evaluation of sensitivity of flow cytometry in detecting aneuploidy in wheat using disomic and ditelosomic wheat-rye addition lines // Cytometry. 1995. V. 21. N. 4. P. 387–393.
Pustahija F., Brown S. C., Bogunić F., Bašić N., Muratović E., Ollier S., Hidalgo O., Bourge M.,
Stevanović V., Siljak-Yakovlev S. Small genomes dominate in plants growing on serpentine soils in West Balkans, an exhaustive study of 8 habitats covering 308 taxa // Plant and Soil. 2013. V. 373. Iss. 1–2. P. 427–453.
Skaptsov M. V., Kutsev M. G., Smirnov S. V., Vaganov A. V., Uvarova O. V., Shmakov A. I. Standards in plant flow cytometry: an overview, polymorphism and linearity issues // Turczaninowia. 2024. V. 27. N. 2. P. 86–104.
Skvortsov A. Willows of Russia and adjacent countries. Joensuu, Finland: Univ. Joensuu, Fac. Math & Nat. Sci. Rep. Ser. N. 39. Biol., 1999. 307 p.
Šmarda P., Knápek O., Březinová A., Horová L., Grulich V., Danihelka J., Veselý P., Šmerda J., Rotreklová O., Bureš P. Genome sizes and genomic guanine+cytosine (GC) contents of the Czech vascular flora with new estimates for 1700 species // Preslia. 2019. V. 91. Iss. 2. P. 117–142.
Suda Y. The chromosome numbers of salicaceous plants in relation to their taxonomy // Sci. Rep. Tohoku Univ. Fourth Ser. Biol. 1963. N. 29. P. 413–430.
Temsch E. M., Greilhuber J., Krisai R. Genome size in liverworts // Preslia. 2010. V. 82. P. 63–80.
Temsch E. M., Koutecký P., Urfus T., Šmarda P., Doležel J. Reference standards for flow cytometric estimation of absolute nuclear DNA content in plants // Cytometry. Part A. 2022. V. 101. Iss. 9. P. 710–724.
Thibault J. Nuclear DNA amount in pure species and hybrid willows (Salix): a flow cytometric investigation // Can. J. Bot. 1998. V. 76. Iss. 1. P. 157–165.
Wagner N. D., He L., Hörandl E. The evolutionary history, diversity, and ecology of willows (Salix L.) in the European Alps // Diversity. 2021. V. 13. Iss. 4. Article 146. 15 p.
Wagner N. D., Marinček P., Pittet L., Hörandl E. Insights into the taxonomically challenging hexaploids alpine shrub willows of Salix sections Phylicifoliae and Nigricantes (Salicaceae) // Plants. 2023. V. 12. Iss. 5. Article 1144. 20 p.
