RU EN

Меню страницы:

Публикации 2020 года

Ключевые слова:
вершинный короед, митохондриальная ДНК, гаплотип, секвенирование, полиморфизм, mtCOI
Страницы:
15–29

Реферат

УДК 631.523.5

Пантелеев С. В.1, Можаровская Л. В.1, Баранов О. Ю.1, Ярмолович В. А.2, Падутов В. Е.1 Генетический полиморфизм локуса mtCOI вершинного короеда Ips acuminatus Gyll. в белорусских популяциях // Сибирский лесной журнал. 2020. № 4. С. 15–29.

DOI: 10.15372/SJFS20200403

© Пантелеев С. В., Можаровская Л. В., Баранов О. Ю., Ярмолович В. А., Падутов В. Е., 2020

В ходе молекулярно-генетических исследований проведены секвенирование и аннотация митохондриального генома вершинного короеда, включая баркодинговый маркер насекомых – ген субъединицы I митохондриальной цитохром с-оксидазы (mtcoI). По результатам сравнительной оценки уровня полиморфизма среди генов мтДНК установлено, что mtcoI характеризуется средним уровнем изменчивости. Предварительное изучение белорусских популяций вершинного короеда позволило идентифицировать 18 гаплотипических вариантов по маркерному локусу mtCOI (фрагмент гена mtcoI). При этом значительная часть исследованных особей (50 %) характеризовались наличием гетероплазмии – содержали в геноме не менее двух гаплотипов маркерного локуса одновременно. Изучение уровня генетической дифференциации между гаплотипами с использованием моделей Джукса-Кантора (JC) и Кимуры (К80) выявило широкий диапазон варьирования значений показателя эволюционной дистанции D – от 0.001 до 0.066, что соответствовало 1–46 нуклеотидным заменам на исследуемый регион (690 н. o.) у отдельных гаплотипов. Анализ транслируемых последовательностей mtCOI-локуса вершинного короеда с использованием технологии 3D-моделирования показал, что доменная архитектура белка – субъединицы 1 цитохром с-оксидазы остается для большинства (94 %) гаплотипов неизменной и функциональность аллоферментов не нарушается, что свидетельствует об относительно нейтральном характере выявляемой изменчивости. На основании полученных совокупных молекулярно-генетических данных сделан вывод, что степень информативности ДНК-маркера mtCOI является достаточной для проведения популяционно-генетических исследований вершинного короеда, включая оценку его миграционной активности.

Текст статьи


СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ (REFERENCES)

Падутов В. Е., Баранов О. Ю., Воропаев Е. В. Методы молекулярно-генетического анализа. Минск: Юнипол, 2007. 176 с. [Padutov V. Е., Baranov O. Yu., Voropaev Е. V. Metody molekulyarno-geneticheskogo analiza (Methods of molecular-genetic analysis). Minsk: Yunipol, 2007. 176 p. (in Russian)].

Сазонов А. А., Звягинцев В. Б. «Биологический пожар» соснового леса // Лесн. и охотн. хоз-во. 2016. № 6. С. 9–13 [Sazonov A. A., Zvyagintsev V. B. «Biologicheskiy pozhar» sosnovogo lesa («Biological fire» of a pine forest) // Lesn. i okhotn. khoz-vo (Forest and hunting economy). 2016. N. 6. P. 9–13 (in Russian)].

Alfonzo J. D., Thiemann O. H., Simpson L. W. The mechanism of U insertion/deletion RNA editing in kinetoplastid mitochondria // Nucl. Acids Res. 1997. V. 25. Iss. 19. P. 3751–3759.

Avtzis D. N., Lakatos F., Gallego D., Pernek M., Faccoli M., Wegensteiner R., Stauffer C. Shallow genetic structure among the European populations of the six-toothed bark beetle Ips sexdentatus (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae) // Forests. 2019. V. 10. Iss. 2. P. 110.

Bark beetles: Biology and ecology of native and invasive species / F. E. Vega, and R. W. Hofstetter (Eds.). Elsevier Acad. Press, 2015. P. 351359.

Bentz B. J., Regniere J., Fettig C. J., Hansen E. M., Hayes J. L., Hicke J. A.; Kelsey R. G., Negron J. F., Seybold S. J. Climate change and bark beetles of the western United States and Canada: direct and indirect effects // Bioscience. 2010. V. 60. N. 8. P. 602613.

Bernt M., Donath A., Juhling F., Externbrink F., Florentz C., Fritzsch G., Putz J., Middendorf M., Stadler P. F. MITOS: Improved de novo metazoan mitochondrial genome annotation // Mol. Phylogenet. Evolut. 2013. V. 69. Iss. 2. P. 313–319.

Castle J. C. SNPs occur in regions with less genomic sequence conservation // PLoS One. 2011. V. 6. Iss. 6. Article number: e20660. P. 1–12.

Clare E. L., Lim B. K., Engstrom M. D., Eger J. L., Hebert P. D. DNA barcoding of Neotropical bats: species identification and discovery within Guyana // Mol. Ecol. Notes. 2007. V. 7. Iss. 2. P. 184–190.

Clement M. D., Posada D., Crandall K. A. TCS: a computer program to estimate gene genealogies // Mol. Ecol. 2000. V. 9. Iss. 10. P. 1657–1659.

Colombari F., Schroeder M. L., Battisti A., Faccoli M. Spatio‐temporal dynamics of an Ips acuminatus outbreak and implications for management // Agr. For. Entomol. 2013. V. 15. Iss. 1. P. 3442.

Dayama G., Emery S. B., Kidd J. M., Mills R. E. The genomic landscape of polymorphic human nuclear mitochondrial insertions // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. N. 20. P. 12640–12649.

DNA barcodes: methods and protocols / W. J. Kress, and D. L. Erickson (Eds.). Humana Press, 2012. 370 p.

Fearnley I. M., Walker J. E. Initiation codons in mammalian mitochondria: differences in genetic code in the organelle // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 8247–8251.

Folmer O., Black M., Hoeh W., Lutz R., Vrijenhoek R. DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates // Mol. Marine Biol. Biotechnol. 1994. V. 3. N. 5. P. 294–299.

Freeland J. R., May M., Lodge R., Conrad K. F. Genetic diversity and widespread haplotypes in a migratory dragonfly, the common green darner Anax junius // Ecol. Entomol. 2003. V. 28. N. 4. P. 413–421.

Fu Y. X., Li W. H. Statistical tests of neutrality of mutations // Genetics. 1993. V. 133. N. 3. P. 693–709.

Glasel J. A. Validity of nucleic acid purities monitored by 260nm/280nm absorbance ratios // BioTechn. 1995. V. 18. N. 1. P. 62–63.

Hlaing T., Tun-Lin W., Somboon P., Socheat D., Setha T., Min S., Chang M. S., Walton C. Mitochondrial pseudogenes in the nuclear genome of Aedes aegypti mosquitoes: implications for the past and future population genetic studies // BMC Genet. 2009. V. 10. N. 11. P. 1–12.

Hlasny T., Krokene P., Liebhold A., Montagne-Huck C., Muller J., Qin H., Raffa K., Schelhaas M-J., Seidl R., Svoboda M., Viiri H. Living with bark beetles: impacts, outlook and management options. From Science to Policy 8. Joensuu, Finland: EFI, 2019. 52 p.

Jukes T. H., Cantor C. R. Evolution of protein molecules In Mammalian Protein Metabolism / H. N. Munro (Ed.). New York: Acad. Press, 1969. P. 21–132.

Kang A. R., Kim M. J., Park I. A., Kim K. Y., Kim I. Extent and divergence of heteroplasmy of the DNA barcoding region in Anapodisma miramae (Orthoptera: Acrididae) // Mitochondrial DNA. A DNA Mapp. Seq. Anal. 2016. V. 27. N. 5. P. 3405–3414.

Kerr K. C. R., Stoeckle M. Y., Dove C. J., Weigt L. A., Francis C. M., Hebert P. D. N. Comprehensive DNA barcode coverage of North American birds // Mol. Ecol. Notes. 2007. V. 7. Iss. 4. P. 535–543.

Kimura M. A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evolut. 1980. V. 16. N. 2. P. 111–120.

Krivan V., Lewis M., Bentz B. J., Bewick S., Lenhart S. M., Liebhold A. A dynamical model for bark beetle outbreaks // J. Theor. Biol. 2016. V. 407. P. 25–37.

Latorre A., Hernandez C., Martinez D., Castro J. A., Ramon M., Moya A. Population structure and mitochondrial DNA gene flow in Old World populations of Drosophila subobscura // Heredity. 1992. V. 68. P. 15–24.

Meier R., Shiyang K., Vaidya G., Ng P. K. DNA barcoding and taxonomy in diptera: a tale of high intraspecific variability and low identification success // Syst. Biol. 2006. V. 55. Iss. 5. P. 715–728.

Meyer C. P, Paulay G. DNA barcoding: error rates based on comprehensive sampling // PLoS Biol. 2005. V. 3. Iss. 12. Article number: E422. P. 2229–2238.

National Center for Biotechnology Information, 2020. https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi

Pfeiler E., Markow T. A. Population connectivity and genetic diversity in long-distance migrating insects: divergent patterns in representative butterflies and dragonflies // Biol. J. Linnean Soc. 2017. V. 122. Iss. 2. P. 479–486.

PopART, 2020. https://popart.otago.ac.nz

Primer-BLAST. A tool for finding specific primers, 2020. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/

Ramachandran G. N., Ramakrishnan C., Sasisekharan V. Stereochemistry of polypeptide chain configurations // J. Mol. Biol. 1963. V. 7. P. 95–99.

Robison G. A., Balvin O., Schal C., Vargo E. L., Booth W. Extensive mitochondrial heteroplasmy in natural populations of a resurging human pest, the bed bug (Hemiptera: Cimicidae) // J. Med. Entomol. 2015. V. 52. N. 4. P. 734–738.

Rosetti N., Remis M. I. Spatial genetic structure and mitochondrial DNA phylogeography of Argentinean populations of the grasshopper Dichroplus elongatus // PLoS One. 2012 V. 7. Iss. 7. Article number: e40807. P. 1–20.

Sengupta S., Yang X., Higgs P. G. The mechanisms of codon reassignments in mitochondrial genetic codes // J. Mol. Evolut. 2007. V. 64. N. 6. P. 662–688.

Siitonen J. Ips acuminatus kills pines in southern Finland // Silva Fenn. 2014. V. 48. N. 4. P. 1–7.

Tajima F. Statistical method for testing the neutral mutation hypothesis by DNA polymorphism // Genetics. 1989. V. 123. N. 3. P. 585–595.

Tataurov A. V., You Y., Owczarzy R. Predicting ultraviolet spectrum of single stranded and double stranded deoxyribonucleic acids // Biophys. Chem. 2008. V. 133. N. 1–3. P. 66–70.

Thorsness P. E, Fox T. D. Nuclear mutations in Saccharomyces cerevisiae that affect the escape of DNA from mitochondria to the nucleus // Genetics. 1993. V. 134. N. 1. P. 21–28.

Ward R. D., Zemlak T. S., Innes B. H., Last P. R., Hebert P. D. DNA barcoding Australia’s fish species // Phil. Trans. Royal Soc. B: Biol. Sci. 2005. V. 360. Iss. 1462. P. 1847–1857.

Yeap H. L, Rasic G., Endersby-Harshman N. M., Lee S. F., Arguni E., Le Nguyen H., Hoffmann A. A. Mitochondrial DNA variants help monitor the dynamics of Wolbachia invasion into host populations // Heredity (Edinb). 2016. V. 116. Iss. 3. P. 265–276.


Вернуться к списку статей